Tampón de bloqueo de suero de pescado
Tampón de bloqueo de suero de pescado
Thermo Scientific™

Tampón de bloqueo de suero de pescado

El tampón bloqueante de suero de pescado Thermo Scientific es el suero de trucha de cabeza de acero en PBSMás información
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Número de catálogoCantidad
37527500 ml
37527X33 x 500 mL
Número de catálogo 37527
Precio (MXN)
-
Cantidad:
500 ml
Pedido a granel o personalizado
El tampón bloqueante de suero de pescado Thermo Scientific es el suero de trucha de cabeza de acero en PBS que resulta especialmente útil como agente bloqueante en inmunohistoquímica (IHQ) y otros métodos de detección que implican muestras de mamíferos.

Las características del tampón bloqueante de suero de pescado incluyen:
• No mamíferos: las proteínas de pescado tienen menos probabilidades de tener interacciones específicas de unión con anticuerpos y otras proteínas de mamíferos presentes en métodos típicos
• Cómodo: filtrado y estabilizado en PBS para garantizar la compatibilidad con la mayoría de los sistemas de ensayo
• Fácil de usar: puede utilizarse como se suministra o diluido hasta en 10 partes según sea necesario
• Flexible: se puede utilizar para muchas aplicaciones diferentes, incluido como diluyente para anticuerpos

El suero de pescado tiene varias ventajas sobre los tampones de bloqueo típicos. Debido a que el salmón está filogenéticamente alejado de los mamíferos, que son la fuente de anticuerpos y muestras utilizadas en la mayoría de los experimentos, es menos probable que sus proteínas séricas tengan interacciones de unión específicas con las proteínas utilizadas en los experimentos. El tampón bloqueante de suero de pescado es eficaz para estabilizar soluciones y muestras utilizadas para interacciones de unión de anticuerpos, al tiempo que minimiza la posibilidad de reacción cruzada con componentes de muestras de mamíferos. Pruébelo cuando el uso de sueros más estándar tenga como resultado la tinción de fondo en IHQ. Además, este bloqueador es eficaz en varios protocolos de adquisición de imágenes celulares basados en la detección de fluorescencia visible y casi infrarroja. Se ha utilizado para reducir el fondo y aumentar las relaciones señal-ruido con sondas fluorescentes casi IR.

For Research Use Only. Not for use in diagnostic procedures.
  1. Alegria-Schaffer, A., et al. (2009). Performing and optimizing Western blots with an emphasis on chemiluminescent detection. Methods Enzymol. 463:573-99.
  2. Hypolite, J.A., et al. (2001). Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 280:C254-64.
  3. Wang, L, et al. (2002). J. Clin. Invest. 110:1175-1184.
Especificaciones
Nombre del producto químico o materialTampón bloqueante de suero de pescado
Almacenamiento recomendadoTras su recepción, conservar a 4 °C.
Concentración1X
Para utilizar con (aplicación)ELISA
Forma físicaLíquido
Cantidad500 ml
Unit SizeEach

Preguntas frecuentes

How can I reduce background bands in my Western blot?

Optimize the concentration of primary and secondary antibodies. In some cases, increasing the concentration of blocking agent (BSA or non-fat dry milk) or usiing an alternative blocking solution such as Starting Block or SuperBlock may reduce background signal. After incubation with the primary antibody, wash at least 2 times with TBST (include 0.5 M NaCl in one or more of the wash steps). Avoid Nonidet P40 or Triton X-100 in buffers because protein detection is decreased when these detergents are used.

Find additional tips, troubleshooting help, and resources within our Protein Electrophoresis and Western Blotting Support Center.

What is the concentration of protein in the Fish Serum Blocking Buffer?

This information is proprietary. The protein concentration in the Fish Serum Blocking Buffer has been optimized for direct usage without further dilution, however if desired, the blocking buffer may be diluted with phosphate-buffered saline. For best results, our recommendation is to empirically determine the optimal concentration to use.

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I used a neuron-specific antibody to label my neurons. How can I reduce non-specific antibody binding?

A blocking step should be performed to reduce fluorescence due to non-specific antibody binding. A common blocking step is the addition of a 2-5% solution of bovine serum albumin (fraction V defatted BSA). Another approach employs the addition of a 5-10% solution of serum from the species in which the secondary antibodies were raised. For example, when using goat anti-mouse IgG secondary antibodies, samples may be effectively blocked with 5-10% normal goat serum. To further reduce background fluorescence, the Image-iT FX Signal Enhancer can be included as a pre-blocking step to decrease non-specific labeling due to charge interactions between the dyes on the conjugates and the cellular constituents.
If you are using a secondary antibody make sure that the species of the antibody is not the same as the species of the sample. For example do not use an anti-mouse secondary antibody on mouse tissue.
Titrate the antibody to the lowest concentration you can use and still get adequate signal.
Try using a fluorescently tagged primary antibody because it should give reduced background but be aware this can reduce signal intensity.

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After labeling with my antibody, I am seeing non-specific background binding in my cells or tissue. What could be the cause?

There can be many causes, including insufficient blocking, too high a concentration of the primary or secondary antibody, or degraded primary or secondary antibody. A “no-primary antibody” control can help determine if the secondary antibody is at fault. Otherwise, we recommend trying more stringent blocking or lower concentrations of primary and secondary antibodies.

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What concentration of my antibody should I use for cell analysis?

An optimal concentration may be between 1-10 µg/mL for cell and tissue labeling for microscopy, or 0.2-5 µg/mL for flow cytometry. A range of concentrations should be tested to determine what is optimal.

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