Kit de dosage par cytométrie en flux Click-iT™ Plus EdU Alexa Fluor™ 350
Kit de dosage par cytométrie en flux Click-iT™ Plus EdU Alexa Fluor™ 350
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Kit de dosage par cytométrie en flux Click-iT™ Plus EdU Alexa Fluor™ 350

Le kit de dosage de cytométrie en flux Click-iT Plus EdU Alexa Fluor 350 fournit un dosage plus simple etAfficher plus
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C1064550 dosages
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Le kit de dosage de cytométrie en flux Click-iT Plus EdU Alexa Fluor 350 fournit un dosage plus simple et plus fiable pour analyser la réplication de l’ADN dans les cellules en prolifération par rapport aux méthodes BrdU traditionnelles. L’ADN nouvellement synthétisé est analysé avec le laser UV du cytomètre en flux. La formule Click-iT Plus est compatible avec les fluorophores standard, y compris les R-PE et tandems R-PE, ainsi que les protéines fluorescentes.

• Multiplexable : compatible avec les R-PE (et tandems) et les protéines fluorescentes
• Précis : des résultats supérieurs par rapport aux dosages BrdU
• Rapide : des résultats en seulement 60 minutes

Consultez notre guide de sélection de tous les dosages Click-iT EdU et Click-iT Plus EdU pour la cytométrie en flux.

Multiplexable
Les dosages Click-iT Plus Alexa Fluor 350 EdU peuvent être utilisés conjointement avec les R-PE et tandems R-PE, ainsi qu’avec les protéines fluorescentes telles que GFP et mCherry. Le réactif de marquage Alexa Fluor 350 est excité facilement à 350 nm avec un laser UV et émet à 438 nm.

Une méthode avancée vous offrant des résultats supérieurs à BrdU
La méthode la plus précise pour analyser la prolifération consiste à mesurer directement la synthèse d’ADN. À l’origine, ceci était effectué en incorporant des nucléosides radioactifs. Cette méthode a été remplacée par la détection à base d’anticorps de l’analogue de nucléoside, bromodésoxyuridine (BrdU). Le dosage de cytométrie en flux Click-iT Plus EdU est une alternative innovante au dosage BrdU. EdU (5-éthynyl-2´-déoxyuridine) est un analogue de la thymidine qui est incorporé à l’ADN lors de la synthèse active de l’ADN. La détection se base sur la chimie clic qui est une réaction covalente entre un azide et un alcyne catalysée par le cuivre. Dans cette application, l’alcyne se trouve dans la fraction éthynyle de l’EdU, alors que l’azide est couplé au colorant Alexa Fluor. Les méthodes traditionnelles de cytométrie en flux sont utilisées pour déterminer le pourcentage de cellules en phase S dans la population.

Conditions douces permettant une utilisation avec des colorants de cycles cellulaires et des anticorps
La petite taille du colorant azide permet de détecter efficacement l’EdU incorporé en utilisant des conditions douces, tandis que la fixation standard à base d’aldéhyde et la perméabilisation du détergent suffisent pour que le réactif de détection Click-iT Plus puisse accéder à l’ADN. Par comparaison, les essais BrdU exigent de dénaturer l’ADN (à l’aide de HCl, de chaleur ou de digestion avec DNase) pour exposer le BrdU afin qu’il puisse être détecté avec un anticorps anti-BrdU. Le traitement des échantillons en vue d’un essai BrdU peut entraîner l’altération de signal de la distribution du cycle cellulaire, ainsi que la destruction des sites de reconnaissance d’antigènes lorsque la méthode HCl est utilisée. Par comparaison, le dosage Click-iT Plus EdU est facile à utiliser et compatible avec les colorants de cycles cellulaires. Le dosage Click-iT Plus EdU peut également être multiplexé avec des anticorps contre des marqueurs de surface et intracellulaires, ainsi qu’avec des conjugués marqués par des fluorophores standard tels que les R-PE, les tandems R-PE et les protéines fluorescentes (GFP et mCherry).

Protocole rapide et simple
Le protocole Click-iT Plus EdU se base sur la fixation de l’aldéhyde et les étapes de perméabilisation du détergent pour le marquage immunohistochimique des anticorps. Cependant, EdU est compatible avec d’autres agents de fixation / perméabilisation, dont la saponine et le méthanol. Vous serez prêt à analyser vos données de prolifération cellulaire après seulement cinq étapes :

1. Traitez les cellules avec EdU.
2. Fixez et perméabilisez les cellules.
3. Détectez les cellules en phase S avec le cocktail de détection Click-iT Plus pendant 30 min.
4. Lavez une fois.
5. Analysez.

Les résultats sont obtenus en seulement 60 minutes dans certains cas, mais nous recommandons 90 minutes pour toutes les applications.

Usage exclusivement réservé à la recherche. Ne pas utiliser pour des procédures de diagnostic.

Spécifications
FormatKit
Quantité50 dosages
Conditions d’expéditionTempérature ambiante
Emission350 / 438
À utiliser avec (équipement)Cytomètre en flux
Gamme de produitsAlexa Fluor, Click-iT
Type de produitRéactif
Unit SizeEach
Contenu et stockage
Contient de l’EdU (5-éthynyl-2’-désoxyuridine), de l’azoture de picolyle AlexaFluor 350, du diméthylsulfoxyde anhydre (DMSO), du fixateur Click-iT, du tampon de perméabilisation et de lavage Click-iT à base de saponine et du tampon Click-iT EdU.
  • Stocker de 2°C à 8°C
  • À déshydrater et à tenir à l’abri de la lumière.

    Foire aux questions (FAQ)

    Can I combine Click-iT or Click-iT Plus reactions with phalloidin conjugates used for actin staining?

    We do not recommend using phalloidin conjugates for staining actin in combination with traditional Click-iT or Click-iT Plus reactions since phalloidin is extremely sensitive to the presence of copper.

    For staining actin in combination with traditional Click-iT or Click-iT Plus reactions, we recommend using anti-α-actin antibodies for staining actin in the cytoskeleton. You can find a list of our actin antibodies here.

    Another option would be to use the Click-iT Plus Alexa Fluor Picolyl Azide Toolkit (Cat. Nos. C10641, C10642, C10643). These Click-iT Plus toolkits provide Copper and Copper protectant separately which makes it easier to titrate the copper concentration to obtain optimal labeling with minimal copper-mediated damage. You may need to optimize the click reaction with the lowest possible concentration of copper and then perform the phalloidin staining.

    Find additional tips, troubleshooting help, and resources within our Cell Analysis Support Center.

    I am observing no signal or very low specific signal for my click-labeled samples. What can I do to improve the signal?

    The click reaction is only effective when copper is in the appropriate valency. Azides and alkynes will not react with each other without copper. Make sure that the click reaction mixture is used immediately after preparation when the copper (II) concentration is at its highest.
    Do not use additive buffer that has turned yellow; it must be colorless to be active.
    Cells need to be adequately fixed and permeabilized for the TdT enzyme and click reagents to have access to the nucleus. Tissue samples require digestion with proteinase K or other proteolytic enzymes for sufficient TdT access.
    Some reagents can bind copper and reduce its effective concentration available to catalyze the click reaction. Do not include any metal chelator (e.g., EDTA, EGTA, citrate, etc.) in any buffer or reagent prior to the click reaction. Avoid buffers or reagents that include other metal ions that may be o xidized or reduced. It may be help to include extra wash steps on the cell or tissue sample before performing the click reaction.
    You can repeat the click reaction with fresh reagents to try to improve signal. Increasing the click reaction time longer than 30 minutes will not improve a low signal. Performing a second, 30 minute incubation with fresh click reaction reagents is more effective at improving labeling.
    Your cells may not be apoptotic. Prepare a DNase I-treated positive control to verify that the TdT enzymatic reaction and click labeling reaction are working correctly.

    Find additional tips, troubleshooting help, and resources within our Labeling Chemistry Support Center.

    I am observing high non-specific background when I image my Click-iT EdU TUNEL-labeled samples. What is causing this and what can I do to reduce the background?

    The click reaction is very selective between an azide and alkyne. No other side reactions are possible in a biological system. Any non-specific background is due to non-covalent binding of the dye to various cellular components. The Select FX Signal Enhancer is not effective at reducing non-specific charge-based binding of dyes following the click reaction; we do not recommend its use with the Click-iT detection reagents. The best method to reduce background is to increase the number of BSA washes. You should always do a no-dye or no-click reaction control under the same processing and detection conditions to verify that the background is actually due to the dye and not autofluorescence. You should also perform the complete click reaction on a no-TdT enzyme control sample to verify the specificity of the click reaction signal.

    Find additional tips, troubleshooting help, and resources within our Cell Analysis Support Center.

    I notice that when I post-stain my cells with DAPI after performing the click reaction to detect EdU incorporation, my DAPI signal is lower compared to my no-click reaction control samples. What causes the reduction in DAPI signal?

    The copper in the click reaction denatures DNA to a small extent (although not as much as is required for efficient BrdU detection), which can affect the binding affinity of DNA dyes including DAPI and Hoechst stain. This effect should only be apparent with the classic EdU kits and not the Click-iT Plus EdU kits, which use a lower copper concentration.

    Find additional tips, troubleshooting help, and resources within our Cell Viability, Proliferation, Cryopreservation, and Apoptosis Support Center.

    I am observing no signal or very low signal for my click-labeled samples. What can I do to improve the signal?

    The click reaction is only effective when copper is in the appropriate valency. Except for the DIBO alkyne-azide reaction, azides and alkynes will not react with each other without copper. Make sure that the click reaction mixture is used immediately after preparation when the copper (II) concentration is at its highest.
    Do not use additive buffer that has turned yellow; it must be colorless to be active.
    Cells need to be adequately fixed and permeabilized for the click reagents to have access to intracellular components that have incorporated the click substrate(s).
    Some reagents can bind copper and reduce its effective concentration available to catalyze the click reaction. Do not include any metal chelator (e.g., EDTA, EGTA, citrate, etc.) in any buffer or reagent prior to the click reaction. Avoid buffers or reagents that include other metal ions that may be oxidized or reduced. It may be help to include extra wash steps on the cell or tissue sample before performing the click reaction.
    You can repeat the click reaction with fresh reagents to try to improve signal. Increasing the click reaction time longer than 30 minutes will not improve a low signal. Performing a second, 30 minute incubation with fresh click reaction reagents is more effective at improving labeling.
    Low signal can also be due to low incorporation of EdU, EU, or other click substrates. Other click substrates (e.g., AHA, HPG, palmitic acid, azide, etc.) incorporated into cellular components may have been lost if not adequately cross-linked in place or if the wrong fixative was used. For click substrates that are incorporated into the membrane or lipids, you should avoid the use of alcohol or acetone fixatives and permeabilizing agents.
    The incorporated click substrate must be accessible at the time of the click reaction; labeling of incorporated amino acid analogs may be lower in native proteins relative to denatured proteins.
    You may need to optimize the metabolic labeling conditions including analog incubation time or concentration. Cells that are healthy, not too high of a passage number and not too crowded may incorporate the analog better. You may create a positive control by including extra doses of the click substrate during multiple time points during an incubation time that spans or closely spans the doubling time of the cell type of interest.

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