Search
.png)
Leistungs- und Anwendungsdaten für Countess automatisierte Zellzähler
Die Leistungsdaten belegen, dass Countess 3 Zellzähler genaue und präzise Zählungen über eine Reihe von Zelltypen und Herausforderungen hinweg liefern. Die Anwendungsdaten zeigen, welche Ergebnisse die Forscher bei Studien zur Lebensfähigkeit, Apoptose, Transfektionseffizienz, CAR-T-Zellkultur, CRISPR-Transduktion und mehr erwarten können.
Weitere Anwendungsdaten finden Sie in den Anwendungshinweisen auf dieser Seite sowie auf der Seite „Ressourcen“.
Genauigkeit und Präzision der Zellzählung
Anspruchsvolle Zelltypen
Machine-Learning-Algorithmen erzielen hoch genaue Zellzählungen für anspruchsvolle Zelltypen und mit höherer Präzision als manuelle Zählungen.
Mononukleäre Zellen des peripheren Blutes (PBMCs) von Menschen und Mäusen, deren Zählung aufgrund ihrer geringen Größe und ihres geringen Kontrasts bekanntermaßen schwierig ist, wurden mit dem Countess 3 FL automatisierten Zellzähler (blaue Balken) und manuell mit einem Hämozytometer und einem Mikroskop (grüne Balken) gezählt (oben). Alle Balken entsprechen sechs Zählungen. Die Fehlerbalken stellen die Standardabweichungen dar, die bei manuellen Zählungen deutlich größer sind. Die Bilder (unten) zeigen menschliche (links) und murine (rechts) PBMCs, die identifiziert und gezählt wurden.
Verklumpte Zellen
Machine-Learning-Algorithmen erzielen hoch genaue Zellzählungen für verklumpende Zellen und Probenrückstände.
Der Countess 3 FL automatisierte Zellzähler wurde im Hellfeldmodus zur Zählung von RAW (Mausmakrophagen) verwendet, die klein sind und zur Verklumpung neigen. Die Bestimmung der Lebensfähigkeit erfolgte unter Anwendung einer Trypanblaufärbung. Die Abbildung zeigt sowohl das Rohbild (links) als auch das aufbereitete Bild (rechts), in dem lebende Zellen grün und tote Zellen rot konturiert sind. Der Zählalgorithmus konnte die Zellen im Klumpen zuverlässig auflösen und die Zellen ordnungsgemäß segmentieren und zählen. Rückstände wurden erkannt und automatisch von den Zählungen ausgeschlossen.
Lebensfähigkeit
Lebensfähigkeit von murinen PBMCs im Hellfeld- und Fluoreszenzmodus
Die Countess 3 und Countess 3 FL automatisierten Zellzähler wurden im Hellfeld- und Fluoreszenzmodus zur Zählung von murinen PBMCs verwendet, die bis zu 5 µm klein sein können. Bei der Hellfeldzählung (links) wurde Trypanblaufärbung (0,4 %) zur Unterscheidung der Lebensfähigkeit verwendet. Der Countess 3 Zellzähler umschließt lebende (durchscheinende) Zellen mit grünen Konturen (Kreise) und tote (intensiv gefärbte) Zellen mit roten Konturen, um die Lebensfähigkeit anzuzeigen.
Im Fluoreszenzmodus (rechts) erzielt der Acridinorange- und Propidiumiodid-Assay (AO/PI-Assay) eine größere Spezifität des Lebend-/Tot-Status. AO färbt alle kernhaltigen lebenden Zellen grün und kann mit dem EVOS Light Cube, GFP 2.0 nachgewiesen werden, während PI die toten Zellen rot färbt und mit dem EVOS Light Cube, Texas Red 2.0 nachgewiesen werden kann. Dies ist ein Fall, in dem Fluoreszenzfärbung ein genaueres Maß für die Lebensfähigkeit ist als Trypanblau.
Apoptose
Erkennung von apoptotischen und toten Zellen im Fluoreszenzmodus.
Nach der Inkubation mit 2 und 4 µM Staurosporin wurden USO2-Zellen (humanes Osteosarkom-Epithel) mit 1:400 CellEvent Caspase-3/7 Green Detection Reagent markiert, um apoptotische Zellen zu identifizieren, und dann mit 1:1.000 SYTOX Red Dead Cell Stain angefärbt, um alle abgestorbenen Zellen zu markieren. Die Zellen wurden 30 Minuten lang bei Raumtemperatur inkubiert und auf einem Countess 3 FL automatisierten Zellzähler gezählt, der mit EVOS Light Cubes, GFP 2.0 und Cy5 2.0, ausgestattet war. Sowohl das grüne als auch das dunkelrote Signal nahmen mit höheren Medikamentendosen zu, was auf einen signifikanten Anstieg der Apoptose bzw. des Zelltods hindeutet. Die Prozentsätze für 4 µl Staurosporin summieren sich auf mehr als 100 %, da die 16 % der Zellen, die beide Farbstoffe exprimieren, in allen drei Kategorien gezählt werden.
Präzise Einzelzellzählung und Beurteilung der Lebensfähigkeit mit dem Countess
Entdecken Sie unseren neuesten Anwendungshinweis zur Zählung von Einzelzellen und Zellkernen für die scRNA-Seq und scATAC-Seq. Verbessern Sie Ihre Forschung mit einer präzisen Zellzählung und Beurteilung der Lebensfähigkeit.
Die Verfahren „Einzelzell-RNA-Sequenzierung“ (scRNA‑Seq) und „Single-Cell Assay for Transposase-Accessible Chromatin using sequencing“ (scATAC‑Seq) ermöglichen neue Einblicke in die Genexpression und ‑Regulation durch Bereitstellen einer Datenauflösung auf Einzelzellebene. Um qualitativ hochwertige Einzelzelldaten zu erhalten, erfordern Protokolle für die scRNA-Seq und scATAC-Seq eine genaue Zählung lebensfähiger suspendierter Einzelzellen oder Zellkerne als Input, wobei zelluläre Aggregate und tote Zellen nur minimal vorhanden sein dürfen. Der Invitrogen Countess 3 FL automatisierte Zellzähler ist eine zuverlässige Lösung zur genauen Zählung von Zellen und Zellkernen und somit zur Bewertung ihrer Lebensfähigkeit und zur Beurteilung der Aggregation. Um eine optimale Leistung des Countess 3 FL Zellzählers für solche Protokollen zu gewährleisten, enthält dieser Anwendungshinweis einen Leitfaden mit Best Practices.
Genaue und automatisierte Zählung von Einzelzellen und Zellkernen für die scRNA-Seq und scATAC-Seq.
Die Zählung von Zellkernen auf dem Countess 3 FL automatisierten Zellzähler mit FL-basierter Zählung führte zu genauen Zählungen, die durch Sequenzierung verifiziert wurden. Bei den FL-basierten Zählungen von Zellkernen, die aus der GM12878-Zelllinie (A) und PBMCs (B) isoliert wurden, wurden mehr Zellkerne gezählt als bei Zählungen mit Geräten auf BF-Basis oder mit dem Countess II Gerät. (C) Die Isolierung von Zellkernen aus Hirngewebe lieferte genaue FL-basierte Zählungen, vergleichbar mit den Zählungen des Cellaca™ MX automatisierten Hochdurch-Zellzählers. (D) Die Next-Generation-Sequenzierung (NGS) bestätigte genaue die Beladung von 2.000 Zielkernen, die aus FL-basierten Zählungen gewonnen wurden. * FL-basierte Zählungen verfügbar auf dem Countess 3 FL Gerät mit dem Software-Update 3. Erhalt der Daten durch 10x Genomics R&D.
Transfektionseffizienz
Mit dem Countess 3 FL automatisierten Zellzähler können Sie schnell überprüfen, welcher Anteil Ihrer Zellen erfolgreich transfiziert oder transduziert wurde, bevor Sie zu nachfolgenden Experimenten und Analysen übergehen.
Transduktionseffizienz: Durchflusszytometrische Ergebnisse im Vergleich zu den Ergebnissen der automatisierten Zellzählung.
U2OS-Zellen wurden mit Invitrogen CellLight Nucleus-GFP, BacMam 2.0 transduziert und für 36 Stunden inkubiert. Die Zellen wurden mittels Durchflusszytometrie (Diagramm, links) und einem Countess II FL automatisierten Zellzähler mit einem GFP-Lichtwürfel (Bild, rechts) auf ihre Fluoreszenzprotein-Expression untersucht. Die Transduktionsprozentsätze, die von den beiden Methoden bestimmt wurden, sind nahezu identisch – 49,5 vs. 49 %.
Qualitätskontrolle der Zellkultur während der Expansion von CAR-T-Zellen
Bei der Vermehrung von T‑Zellen für die Forschung und Entwicklung neuer Immuntherapien wie CAR‑T ist es wichtig, die Gesundheit von T-Zellen in einer kleinen Zellprobe schnell zu beurteilen, um eine maximale Lebensfähigkeit zu gewährleisten. Der Countess 3 FL automatisierte Zellzähler ermöglicht schnelle und genaue Bestimmungen der Zellviabilität und Zellkonzentration vor und nach der Isolierung und Aktivierung, wodurch Zeit und wertvolle Zellen für zukünftige Experimente eingespart werden können.
Qualitätskontrolle für CAR-T-Zellkulturen.
CAR-T-Zellen wurden mit dem Dynabeads Untouched Human T Cells Kit isoliert und mit Dynabeads Human T-Activator CD3/CD28 for T Cell Expansion and Activationaktiviert. Die Zellkultur wurde vor und nach der Expansion mittels Hellfeldzählung mit Trypanblaufärbung auf dem Countess 3 FL automatisierten Zellzähler überwacht. In Bildern (links) und Histogrammen (rechts) werden T-Zellen und Beads automatisch differenziert, wobei T-Zellen als live (grün) und Beads als tot (rot) dargestellt werden. Beads können bei Bedarf auch manuell auf Basis von Größe und Intensität eingegrenzt werden.
Lebensfähigkeit und Transduktionseffizienz von CRISPR/Cas9-transduzierten Zellen
Bei Experimenten zur Genomeditierung mit CRISPR‑Cas9 findet häufig die lentivirale Transduktion Anwendung, um den CRISPR-Cas9‑Komplex effizient in die Zellen bringen zu können. Kontrollpartikel, die ein fluoreszierendes Protein (wie GFP) exprimieren und möglicherweise andere Gene (wie HPRT) ausschalten, werden zur Bestimmung der Transduktionseffizienz verwendet. Mit dem Countess 3 FL automatisierten Zellzähler können sowohl die Lebensfähigkeit als auch die Transduktionseffizienz in diesen Zellen quantifiziert werden.
Effizienz der lentiviralen Transduktion bestimmt durch GFP-Expression.
U2OS-Zellen, die das Cas9-Protein exprimieren, wurden mit LentiArray CRISPR Positive Control Lentivirus, human HPRT, with GFP und einem Negativkontroll-Lentivirus (Scramble, GFP) bei einer Infektionsmultiplizität (MOI) von 1 und 2 transduziert. Zwei Tage später wurden die Zellen auf dem Countess II FL Zellzähler hinsichtlich der GFP-Expression ausgezählt. (Links) Darstellung repräsentativer Zählergebnisse auf dem Countess II FL Gerät. (Rechts) Balkendiagramme zeigen den Prozentsatz der Zellen, die GFP-positiv sind, was auf eine erfolgreiche Transduktion hinweist.
Verifikation von Proben und Färbung für Durchflusszytometrie und Zellsortierung
Viele Protokolle für die Durchflusszytometrie und Zellsortierung empfehlen eine bestimmte Zellkonzentration oder einen bestimmten Zellbereich für eine optimale Färbung und Analyse. Ein Vorlauf mit einem Countess 3 automatisierten Zellzähler vor der Durchflusszytometrie oder fluoreszenzgestützten Zellsortierung (FACS) kann den experimentellen Erfolg steigern und potenziell wertvolle Zeit, Geld und Proben sparen. Sie können schnell überprüfen, ob (a) genügend Zellen vorhanden sind, um das Protokoll abzuschließen, (b) Sie die optimale Menge an Färbereagenzien verwendet haben, (c) Sie während der Färbung keine signifikanten Mengen an Zellen verloren haben und (d) Ihre Zellen effektiv gefärbt oder umgewandelt wurden.
Nur für Forschungszwecke. Darf nicht für diagnostische Verfahren eingesetzt werden.