Novex™ WedgeWell™ 4 bis 20 %, Tris-Glycin, 1,0 mm, Mini-Protein-Gele
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Novex™ WedgeWell™ 4 bis 20 %, Tris-Glycin, 1,0 mm, Mini-Protein-Gele
Invitrogen™

Novex™ WedgeWell™ 4 bis 20 %, Tris-Glycin, 1,0 mm, Mini-Protein-Gele

Invitrogen Novex Tris-Glycin-Mini-Gele im WedgeWell Format sind Polyacrylamid-Gele, die eine reproduzierbare Trennung eines breiten Spektrums von Proteinen in gut aufgelösteWeitere Informationen
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KatalognummerWellsMenge
XP04205BOX15-Well10 Gele/Karton
XP04200BOX10-Well10 Gele/Karton
XP04200BOXPR10-well30 Gels (3 Boxes)
XP04200PK210-Well2 Gele/Karton
XP04202BOX12-Well10 Gele/Karton
XP04202BOXPR12-well30 Gels (3 Boxes)
XP04205BOXPR15-well30 Gels (3 Boxes)
Katalognummer XP04205BOX
Preis (EUR)
127,65
Online Exclusive
149,00
Ersparnis 21,35 (14%)
10 gels (1 box)
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Wells:
15-Well
Menge:
10 Gele/Karton
Preis (EUR)
127,65
Online Exclusive
149,00
Ersparnis 21,35 (14%)
10 gels (1 box)
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Invitrogen Novex Tris-Glycin-Mini-Gele im WedgeWell Format sind Polyacrylamid-Gele, die eine reproduzierbare Trennung eines breiten Spektrums von Proteinen in gut aufgelöste Banden mit der zweifachen Ladekapazität ermöglichen. Die Novex Tris-Glycin-Mini-Gele basieren auf der traditionellen Laemmli-Proteinelektrophorese, die die Verwendung von Laemmli-Proben und Laufpuffern ermöglicht.

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Zu den Merkmalen von Novex Tris-Glycin-Gelen, WedgeWell Format, gehören:
Verbesserte Haltbarkeit: Lagerung der Gele bis zu 6 Monate bei 4 °C
Diversität: Verwendung für native und denaturierende Proteinassays
Keilförmige Wells: leichtes Beladen von bis zu doppeltem Probenvolumen
Schnelle Laufbedingungen: schnelles Trennen Ihrer Proteine mit konstanter Spannung in weniger als 60 Minuten

Wählen Sie das richtige Gelformat für Ihre Experimente
Novex Tris-Glycin-Gele mit WedgeWell Format werden in einer Vielzahl fester Konzentrationen zwischen 6 und 18 % sowie als Gradienten in den Bereichen von 4 – 12 %, 4 – 20 %, 8 – 16 % und 10 – 20 % angeboten. Sie können aus unseren vielen Well-Formaten wählen, darunter 10-, 12- und 15 Well-Formate und verschiedene Packungsgrößen.

Verarbeiten Sie Ihre Proteine in nativer oder denaturierter Form
Novex Tris-Glycin-Gele im WedgeWell Format enthalten kein SDS und können verwendet werden, um Ihre Proteine in nativer oder denaturierter Form zu verarbeiten. Für denaturierte Proteine empfehlen wir Novex Tris-Glycin-SDS-Probenpuffer und Novex Tris-Glycin-SDS-Laufpuffer. Für native Proteine empfehlen wir die Verwendung von Novex nativem Tris-Glycin-Probenpuffer und Novex nativem Tris-Glycin-Laufpuffer.

Praktische Verwendung
Die Novex Tris-Glycin-Gele im WedgeWell Format mit ihren innovativen keilförmigen Wells ermöglichen ein bis zu zweimal höheres Probenladevolumen als andere Gele von 1,0 mm Dicke. Die keilförmigen Wells haben auch größere Öffnungen, was die Probenbeladung erleichtert.

Für die Übertragung Ihrer Proteine auf eine Membran empfehlen wir Novex Tris-Glycin-Transferpuffers, wenn der traditionelle Nasstransfer mit dem Invitrogen Mini Blot-Modul erfolgt. Ein schneller halbtrockener Transfer kann mit dem Invitrogen Power Blotter bzw. ein schneller trockener Transfer mit dem iBlot 2 Gel-Transfergerät durchgeführt werden.
For Research Use Only. Not for use in diagnostic procedures.
Specifications
Zur Verwendung mit (Anwendung)Denaturing, Native
Zur Verwendung mit (Geräte)Mini-Gel-Tank
Gel Thickness1,0 mm
Länge (metrisch)8 cm
TrennmodusMolekulargewicht
Menge10 Gele/Karton
Empfohlene AnwendungenDenaturierend, nativ
ProbenladevolumenBis zu 35 µl
Haltbarkeit7 Monate
VersandbedingungNasseis
LagerungsbedingungenBei 2 bis 8 °C lagern. Nicht einfrieren.
Breite (metrisch)8 cm
Gelanteil (%)4 bis 20%
GelgrößeMini
GeltypTris-Glycin Plus
ProduktlinieNovex, WedgeWell
Trennbereich20 bis 200 kDa
TrennverfahrenDenaturierend, nativ
Wells15-Well
Unit Size10 gels (1 box)
Inhalt und Lagerung
Im Kühlschrank lagern (2 – 8 °C). Haltbarkeit: bis zu 7 Monate.

Häufig gestellte Fragen (FAQ)

Is it okay to use protein gels past their expiration date?

We do not recommend using gels past their expiration date because over time, the polyacrylamide hydrolyzes to acrylic acid and ammonia and this will affect the resolution of the proteins. Breakdown of polyacrylamide matrix is identified by:
- Ghost bands and doublets, seen first in the high molecular weight proteins
- Smiling of dye front across the gel, with bands in outer lanes becoming very slanted - proteins run slower there due to change in pH and pore size over time.


Find additional tips, troubleshooting help, and resources within our Protein Electrophoresis and Western Blotting Support Center.

Can I run your protein gels overnight?

This is not really recommended, but it is always possible to increase run time by lowering the voltage of the run. In general, the relationships are linear - i.e., decreasing voltage by half will double the run time.

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Do I need to increase the voltage when I run a 1.5 mm protein gel versus a 1.0 mm gel?

If you are running the gel at constant voltage, you do not need to increase the voltage regardless of the thickness of the gel.

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Why do you recommend running your protein gels at constant voltage?

Using constant voltage allows the current and power to decrease during the run, providing a safety margin in case of a break in the system. Having lower power is a safety benefit and will also decrease the chances of experiencing an overheating of the gel. Further, the constant voltage setting does not need adjustment to account for differences in number or thickness of gels being run.

Find additional tips, troubleshooting help, and resources within ourProtein Gel 1D Electrophoresis Support Center.

I am transferring a Tris-Glycine gel using constant voltage and the current reading is way over the expected starting current. Can you offer some suggestions?

The most common cause of abnormally high current is the transfer buffer. If the transfer buffer is too concentrated, this leads to increased conductivity and current. High current may also occur if Tris-HCl is accidentally substituted for the Tris base required in the transfer buffer. This will again result in low buffer pH and lead to increased conductivity and current and subsequently, overheating. We recommend checking the transfer buffer and its reagent components and re-diluting or remaking the buffer.

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